CULTIVO DE MICROINJERTOS

Pues todos estos días sin postear los e estado desperdiciando en algo productivo xD como considero que el proyecto quedo bien hay se los presumo y se los paso para el que le sirva de algo J.

CULTIVO DE MICROINJERTOS

Alumnos: Sánchez Piña Daniel, Barrios Hernández Melisa Alejandra, Rivera López Luis Ángel.

Profesor encargado del proyecto: Soltero Quintana Rafael

PROYECTO TERMINAL PARA LA MATERIA DE TOPICOS DE BIOTECNOLOGIA, CENTRO UNIVERSITARIO DE CIENCIAS BIOLOGICAS Y AGROPECUARIAS, UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA

Guadalajara, México, a 17 de junio del 2009

Introducción:

Considerada la gran importancia de las plantas, no sorprende que el hombre se haya preocupado desde hace miles de años por obtener tipos de plantas superiores para satisfacer sus necesidades. Sin embargo, estos intentos se sistematizaron recientemente con el desarrollo de la genética.
La preocupación del hombre por aumentar la producción agrícola de acuerdo con sus necesidades, se ha manifestado desde hace muchos siglos. Los asirios y babilónicos (700 años a. de C.) polinizaban artificialmente palmas datileras. Por su parte, los indígenas americanos realizaron un excelente mejoramiento del maíz.

En 1716, Cotton Mather observo por primera vez la hibridación natural al cruzarse maíces de diferente color. Tiempo después, en 1717, Thomas Fairchild produjo artificialmente la primera planta híbrida de clavel. A esta planta híbrida se le denomina comúnmente la “mula” de Fairchild. Entre 1760 y 1766 Joseph Koeircuter hizo estudios sistemáticos de hibridaci6n artificial del tabaco. Por otra parte, Thomas Andrew Knight (1759-1835) fue el primero en utilizar la hibridación con fines prácticos en hortalizas. De acuerdo con De Vries (1907), John Le Couter y Patrick Shirreff fueron los primeros en utilizar la prueba de progenies. En 1856, Louis Leveque de Vilmorin publicó los resultados obtenidos de estudios intensivos acerca de la prueba de progenies (Paredes).

El cultivo in vitro es un método de propagación de plantas de aplicación profesional, puesto que se realiza en laboratorio, en unas condiciones estériles y con unas instalaciones especiales. El cultivo in vitro consiste en tomar un trocito de hoja, un embrión, una porción pequeñita de tallo (de 0,2 a 1 milímetro) o cualquier otra parte de una planta y ponerla a cultivar en un tubo de ensayo sobre un medio acuoso nutritivo. Lo fundamental es que se hace en unas condiciones muy controladas y totalmente estériles: utensilios, cámara de manipulación, etc., todo está desinfectado en autoclave. La planta ya desarrollada en el cultivo in vitro necesita una primera aclimatación en el laboratorio; en el invernadero y después una segunda aclimatación en el campo. Los viveros grandes realizan ambas operaciones; otros sólo se encargan del primer paso.

Aplicaciones prácticas del cultivo in vitro:

• Propagación vegetativa.
  • Micropropagación de estaquillas
  • Organogénesis de callos

• Producción de plantas libres de virus
  • Cultivo de meristemos
  • Microinjerto in vitro

Permite hacer germinar semillas que son muy difícil de hacer en condiciones normales, eliminar la inhibición de germinación de las semillas, prevención del aborto embrionario como resultado de incompatibilidad,se aplica en la mejora genética para obtener híbridos, para introducir material genético, etc., además de acortar los ciclos de esta, y favorece la producción de haploides.

Para esta practica se intentaron cultivar microinjertos de la especie Solanum licopersicum conocida comúnmente como tomate o jitomate en el occidente de México, utilizando la cruza de 2 variedades (bola y boulita), así como la cruza de 2 especies de cactáceas Echinocereus viridiflorus y Lophophora williamsii.

El injerto es un método de propagación vegetativa artificial de los vegetales en el que una porción de tejido procedente de una planta, el injerto propiamente dicho; se une sobre otra ya asentada, el patrón, portainjerto o pie; de tal modo que el conjunto de ambos crezca como un sólo organismo. El injerto se emplea sobre todo para propagar vegetales leñosos de uso comercial, sean frutales u ornamentales. Este método se a reportado como efectivo en plantas de la familia Rutaceae y Cactaceae, así como injertos de 2 especies distintas de la familia Solanaceae, por lo que se espera funcione también para las especies mencionadas de nuestro interés.

Nuestro objetivo es desarrollar un método eficaz que funcione para las plantas de tallo pequeño como el tomate, con la finalidad de que las propiedades de ambas variedades se combinen y los individuos tengan el tamaño de bola y la resistencia de boulita. En el caso de las cactáceas, la finalidad es que una planta de crecimiento lento (L. williamsii) crezca de una manera mas rápida injertándola sobre una planta de crecimiento rápido (E. viridiflorus). L williansii tiene una utilidad medica para el tratamiento de la neurastenia en psicoterapia, se utiliza también en cardiología y se a observado que resulta un antibiótico eficaz; aun contra cepas resistentes a la penicilina (Botanical, 2009). El proyecto comenzó el 18 de febrero del 2009 y finalizo el 10 de junio del mismo año.

Materiales y Métodos

Se plantaron semillas de S. licopersicum previamente lavadas y esterilizadas con alcohol etílico y una solución de 30% de hipoclorito de sodio, directamente sobre medio MS (Murashigue-Skoog), separando y rotulando de acuerdo a la variedad esperada, durante las primeras 2 semanas de trabajo; incubándolas durante un periodo de 2 a 3 semanas esperando que se pueda comenzar el injerto el día 11 de marzo. Los injertos se realizaron entrecruzados, es decir 1 bola sobre un boulito y viceversa, aunque se comenzó el dia 18 de marzo debido a la perdida de buena cantidad de los especímenes por contaminación, tanto por mal manejo como por fallas técnicas en el equipo. Para colocar los hipocotilos, se utilizaron tubos pequeños de vidrio esterilizados, cortándolos de la manera mas recta posible y colocando los tallos dentro de los tubos de manera que hagan contacto entre ellos. El primero de abril se colocaron nuevos hipocotilos de forma directa sobre los tallos ahora mas desarrollados.

Debido a causas de fuerza mayor el proyecto tuvo que ser pospuesto, acentuándose la contaminación de las muestras debido a las fallas del equipo ya mencionadas, perdiéndose el total de las mismas.

Se procedió entonces a realizar los injertos sobre las cactáceas, previamente incubadas en el laboratorio, por lo que nuestra labor fue la de cortar sobre el ápice de E. viridiflorus y L. williamsii, y colocar esta ultima sobre la primera en medio de cultivo MS; haciendo esto en 2 tandas, el 27 de mayo y el 3 de junio. También se procuro que el corte fuera lo mas perpendicular posible e injertar los ápices de tallos de tamaño uniforme (figura 1). Para colocar a L. williamsii sobre el medio de cultivo se seleccionaron individuos que ya presentaran raíces, haciendo un pequeño corte sobre el medio ya gelificado en forma de cruz e insertando cuidadosamente la plántula en el mismo.

Resultados y discusión

Para el caso del tomate, no se presentaron resultados favorables debido a la contingencia que no permitió el estar evaluando continuamente el crecimiento de los mismos, aunque se observo que el vidrio resulto bastante pesado para la planta, evitando que esta se desarrolle como comúnmente lo haría. Lo más factible resultaría entonces el utilizar un material más ligero, quizás un tubo de plástico esterilizado o sostener el total de la planta con un tubo mas largo. Se sabe que es posible el injertar al tomate sobre berenjena (S. melongena) (Chen, 2006), por lo que de haberse observado resultados estos tenían una alta probabilidad de haber sido positivos.

Por otro lado para las cactáceas, se sabe que estas “sueldan” con relativa facilidad, sobre todo si estas son especies filogenéticamente cercanas (Pearman, 2009), aunque en este caso pertenecen a tribus y géneros distintos. A pesar de ello, los resultados fueron favorables como se muestra en las figuras de la 2 a la 9, donde se observa que los tejidos comenzaron a unirse, resultando difícil el observar la diferenciación del tejido. Así pues se puede inferir que, hasta este momento (10 de junio del 2009), los resultados son favorables y se espera darle el seguimiento adecuado a esta investigación.

Conclusiones

Los injertos de tomate tenían altas posibilidades de ser factibles, sin embargo las complicaciones presentadas a lo largo del proyecto impidieron la observación de resultados contundentes por lo que resultaron en un fracaso, al menos por el momento.

Por otra parte, los resultados de las cactáceas permitirán, si se les da el seguimiento adecuado, una producción mayor de L. williamsii, con la finalidad de tener una mayor disponibilidad de la misma en futuras investigaciones sobre los alcaloides producidos por esta para las areas que mas convenga.

Literatura consultada

Paredes, W. Agricultura Ecologica, Mejoramiento genético en plantas
Universidad Nacional de San Agustín Arequipa, PERÚ http://www.infoagro.com/agricultura_ecologica/mejora_genetica_plantas.htm

Infojardin, (2009) Cultivo in vitro de árboles frutales http://articulos.infojardin.com/Frutales/cultivo-in-vitro-reproduccion.htm

Botanical Online (2009), Peyote http://www.botanical-online.com/alcaloidespeyote.htm

APELACHO, A. CLOSAS, L. CUEVA-BALDOVINO, A. LLOP, A. SOLANS, B. ALINS G. (2008) Cultivo in vitro Unidad de Fisiología Vegetal del Departamento de Hortofruticultura, Botánica y Jarninería de la Escuela Técnica Superior de Ingeniería Agrícola de Lleida http://www.etsea2.udl.es/invitro/indice.htm

Pearman, R. Grafting cactus and succulents, Helium http://www.helium.com/items/377706-grafting-cactus-and-succulents

NAVARRO, L. (1979) Micro injerto de ápices caulinares in vitro para la obtención de plantas de agrios libres de virus, Bol. Serv. Plagas, 5: 127-148.

Atarés, A. (2007) El cultivo in vitro de plantas: ventajas y aplicaciones Grupo de Cultivo in vitro y Mejora Vegetal I.B.M.C.P. –Departamento de Biotecnología Universidad Politécnica de Valencia

Chen, H. Wang, Y. (2006) genetic variation in the graft union of tomato and eggplant American-Eurasian J. Agric. And Environ. Sci. 1(1): 37-41

Anexos

Tabla 1 composición de algunos medios de cultivo

Constituyentes	Medios (mg l-1) b
	White’s c	Heller’s d	MS e	ER f	B5 g	Nitsch’sh	NT i	WPM j
Inorgánicos
NH4NO3	-	-	1.650,0000	1.200,0000	-	720,0000	825,0000	400,0000
KNO3	80,0000	-	1.900,0000	1.900,0000	2.527,5000	950,0000	950,0000	-
CaCl2.2H2O	-	75,0000	440,0000	440,0000	150,0000	-	220,0000	96,0000
CaCl2	-	-	-	-	-	166,0000	-	-
MgSO4.7H2O	720,0000	250,0000	370,0000	370,0000	246,5000	185,0000	1.233,0000	370,0000
KH2PO4	-	-	170,0000	340,0000	-	68,0000	680,0000	170,0000
K2SO4	-	-	-	-	-	-	-	990,0000
(NH4)2SO4	-	-	-	-	134,0000	-	-	-
Ca(NO3)2.4H2O	300,0000	-	-	-	-	-	-	556,0000
NaNO3	-	600,0000	-	-	-	-	-	-
Na2SO4	200,0000	-	-	-	-	-	-	-
NaH2PO2.H2O	19,0000	125,0000	-	-	150,0000	-	-	-
KCl	65,0000	750,0000	-	-	-	-	-	-
KI	0,7500	0,0100	0,8300	-	0,7500	-	0,8300	-
H3BO3	1,3000	1,0000	6,2000	0,6300	3,0000	10,0000	6,2000	6,2000
MnSO4.4H2O	7,0000	0,1000	22,3000	2,2300	-	25,0000	22,3000	-
MnSO4.H2O	-	-	-	-	3,0000	-	-	16,9000
ZnSO4.7H2O	3,0000	1,0000	8,6000	-	2,0000	10,0000	-	8,6000
ZnSO4.4H2O	-	-	-	-	-	-	8,6000	-
Zn.Na2.EDTA	-	-	-	15,0000	-	-	-	-
Na2MoO4.2H2O	-	-	0,2500	0,0025	0,2500	0,2500	0,2500	0,2500
MoO3	0,0001	-	-	-	-	-	-	-
CuSO4.5H2O	0,0010	0,0300	0,0250	0,0025	0,0250	0,0250	0,0250	0,2500
CoCl2.6H2O	-	-	0,0250	0,0025	0,0250	-	-	-
CoSO4.7H2O	-	-	-	-	-	-	0,0300	-
AlCl3	-	0,0300	-	-	-	-	-	-
NiCl2.6H2O	-	0,0300	-	-	-	-	-	-
FeCl3.6H2O	-	1,0000	-	-	-	-	-	-
FeSO4.7H2O	27.8	-	27,8000	27,8000	-	27,8000	27,8000	27,8000
Na2.EDTA.2H2O	37.3	-	37,3000	37,3000	-	37,3000	37,3000	37,3000
Sequestrene 330Fe	-	-	-	-	28,0000	-	-	-
Orgánicos
Inositol	-	-	100,0000	-	100,0000	100,0000	100,0000	100,0000
Acido Nicotínico	0,5000	-	0,5000	0,5000	1,0000	5,0000	-	0,5000
Piridoxina HCl	0,1000	-	0,5000	0,5000	1,0000	0,5000	-	0,5000
Tiamina HCl	0,1000	-	0,1000	0,5000	10,0000	0,5000	1,0000	1,0000
Glycina	3,0000	-	2,0000	2,0000	-	2,0000	-	2,0000
Acido Fólico	-	-	-	-	-	0,5000	-	-
Biotina	-	-	-	-	-	0,0500	-	-
Sacarosa	2%	-	3%	4%	2%	2%	1%	2%
D-Manitol	-	-	-	-	-	-	12,7%	-

Figura 1 corte perpendicular de cactus

Figura 2 en todas las fotos se observa como se a fusionado el tejido, diferenciandose en algunos casos levemente por el color